Get Adobe Flash player

КЛІТИННА ТЕРАПІЯ В МЕДИЧНІЙ РЕАБІЛІТАЦІЇ (ОГЛЯД ЛІТЕРАТУРИ Й ДАНІ ВЛАСНИХ ДОСЛІДЖЕНЬ)

Автор: В. О. Малахов, В. С. Личко

Сторінки: 352–360

Анотація

Проаналізовані сучасні дані, що стосуються новітніх розробок у сфері клітинних технологій. Описано перспективи цієї технології у відновлювальній медицині. Особливо перспективними можуть бути методи спрямованої тканинної регенерації і терапевтичного ангіогенезу, суть яких полягає в активації компенсаторних ресурсів пошкоджених клітин, тканин, судинної системи, стимуляції механізмів відновлення і регенерації, заміщення втрачених структур і функцій організму, органа або тканини. Гостра гіпоксія та активація великої кількості медіаторів у зоні ішемії є потужними стимуляторами ангіогенезу.

У ході власних досліджень було доведено, що одним із механізмів активації ендогенного ангіогенезу в мозку є ряд біологічно активних речовин, що містяться у складі імунобіологічного препарату Кріоцел-кріокорд. Додаткове його введення до схеми лікування приводить до достовірно більш активної стимуляції ангіогенезу на відміну від групи тварин, які отримували стандартне лікування.

Ключові слова: ангіогенез, мезенхімальні стовбурові клітини, клітинна терапія, відновлення.

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. вам потрібно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Список літератури

  1. Cymbalyuk VI, Lisyany VM. [The effect of different kinds neurotransplantation the course cerebellar injury in rats]. J. Nat. Academy Med. Sciences Ukraine. 2013; 19 (2): 171–183.
  2. Klunnik MO, Sych NS, Matiyashuk IG. [The using of stem cells of fetal origin in the treatment of patients with chronic heart failure and assess their impact on the morphological and functional parameters of left ventricular]. Cell Organ Transplant. 2014; 2 (1): 14–19.
  3. Lychko VS, Malakhov VO, Potapov OO. Morphological changes of the brain tissue in rats with experimental model of ischemic stroke in the dynamics of treatment by immunobiological preparation Cryocell-Cryocord. Modern Technologies in Medicine. 2015; 7 (4): 58–63.
  4. Bianco P. Mesenchymal stem cells. Ann. Rev. Cell Dev. Biol. 2014; Vol. 30: 677–704.
  5. Poon Z, Lee WC, Guan G. Bone Marrow regeneration promoted by biophysically sorted osteoprogenitors from mesenchymal stromal cells. Stem. Cells Transl. Med. 2015; Vol. 4: 56–65.
  6. Horwitz E, Le Blanc K, Dominici M. Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2005; Vol. 7: 393–395.
  7. Colter DC, Sekiya I, Prockop DJ. Identification of a subpopulation of rapidly selfrenewing and multipotential adult stem cells in colonies of human marrow stromal cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001; Vol. 98: 7841–7845.
  8. Siddappa R, Licht R, Blitterswijk C. Donor variation and loss of multipotency during in vitro expansion of human mesenchymal stem cells for bone tissue engineering. J. Orthop. Res. 2007; Vol. 25: 1029–1041.
  9. Smith JR, Pochampally R, Perry A. Isolation of a highly clonogenic and multipotential subfraction of adult stem cells from bone marrow stroma. STEM CELLS. 2004; Vol. 22: 823–831.
  10. Larson BL, Ylostalo J, Prockop DJ. Human multipotent stromal cells undergo sharp transition from division to development in culture. STEM CELLS. 2008; Vol. 26: 193–201.
  11. Le Blanc K, Mougiakakos D. Multipotent mesenchymal stromal cells and the innate immune system. Nat. Rev. Immunol. 2012; Vol. 12: 383–396.
  12. Liu ZJ, Zhuge Y, Velazquez OC. Trafficking and differentiation of mesenchymal stem cells. J. Cell. Biochem. 2009; Vol. 106: 984–991.
  13. Mabuchi Y, Morikawa S, Harada S. LNGFR1THY-11VCAM-1hi1cells reveal functionally distinct subpopulations in mesenchymal stem cells. Stem Cell Rep. 2013; Vol. 1: 152–165.
  14. Undale AH, Westendorf JJ, Yaszemski MJ. Mesenchymal stem cells for bone repair and metabolic bone diseases. Mayo Clinic. Proc. 2009; Vol. 84: 893–902.
  15. Mets T, Verdonk G. In vitro aging of human bone marrow derived stromal cells. Mech. Ageing. Dev. 1981; Vol. 16: 81–89.
  16. Tremain N, Korkko J, Ibberson D. MicroSAGE analysis of 2,353 expressed genes in a single cell-derived colony of undifferentiated human mesenchymal stem cells reveals mRNAs of multiple cell lineages. STEM CELLS. 2001; Vol. 19: 408–418.
  17. Lee WC, Shi H, Poon Z. Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014; Vol. 111: 4409– 4418.
  18. Oguro H, Ding L, Morrison SJ. SLAM family markers resolve functionally distinct subpopulations of hematopoietic stem cells and multipotent progenitors. Cell Stem Cell. 2013; Vol. 13: 102–116.
  19. Higuchi A, Ling Q-D, Chang Y. Physical cues of biomaterials guide stem cell differentiation fate. Chem. Rev. 2013; Vol. 113: 3297–3328.
  20. Digirolamo CM, Stokes D, Colter D. Propagation and senescence of human marrow stromal cells in culture: A simple colonyforming assay identifies samples with the greatest potential to propagate and differentiate. Br. J. Haematol. 1999; Vol. 107: 275–281.
  21. Uccelli A, Moretta L, Pistoia V. Mesenchymal stem cells in health and disease. Nat. Rev. Immunol. 2008; Vol. 8: 726–736.
  22. Whitfield MJ, Lee WC, Van Vliet KJ. Onset of heterogeneity in culture-expanded bone marrow stromal cells. Stem Cell Res. 2013; Vol. 11: 1365–1377.
  23. Ylostalo J, Bazhanov N, Prockop DJ. Reversible commitment to differentiation by human multipotent stromal cells in singlecell-derived colonies. Exp. Hematol. 2008; Vol. 36: 1390–1402.